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UNIVERSIDAD MICHOACANA DE SAN NICOLAS DE HIDALGO
MANUAL DE PRÁCTICAS DE LABORATORIO DE ZOOLOGIA II
CICLO ESCOLAR
FEBRERO / AGOSTO 2014
ELABORADO POR: M.C. César M. A. Jurado Vargas
M.C. Víctor Mondragón Noguez
Biol. Luz Lilia Jiménez Rico
M.C. Ana Leticia Escalante Jiménez
Dra. Ma. Teresa Álvarez Ramírez
Nombre del alumno(a): _______________________
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Sección _____________Matrícula_______________
Profesor ____________________________________
Técnico Académico___________________________
Ciclo Escolar________________________________
Calificación final _____________________________
Observaciones ______________________________
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___________________________________________
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PRESENTACION
El curso de Zoología II, contempla el estudio de dos grupos del reino
animal, en primer término el phylum Nematoda, grupo de importancia para
el hombre debido a que son organismos parásitos tanto en plantas y
animales, pero también proporcionan beneficios al hombre como
controladores biológicos de otras plagas, por lo anterior los nematodos
revisten gran importancia desde el punto de vista agrícola, médica,
ecológica y biológica.
Por otra parte los Artrópodos, es el grupo más grande y diverso del reino
animal, encontramos las más extraordinarias estrategias y adaptaciones a
las diversas condiciones ambientales, debido a sus características morfo
funcionales, han obtenido el mayor éxito conocido, que se manifiesta en la
gran abundancia y diversidad que presentan y es un grupo que domina
gran variedad de los hábitats en diferentes ecosistemas de todo el mundo,
dentro de este grupo destaca la clase insecta, competidor de los recursos
naturales aprovechados por el hombre, causando daño a plantaciones
agrícolas, forestales y animales domésticos, pero estos también presentan
importancia ecológica como reguladores poblacionales de insectos plaga,
en diversos ecosistemas, sin dejar a un lado a los crustáceos de quienes
proporcionan beneficios económicos a la población humana, pero por otra
parte la clase arácnida representa importancia médica, al ser la causa de
muertes sobre todo en la población infantil mundial, debido a lo antes
mencionado son los Artrópodos al que se le dedicara una mayor atención
en el presente curso, para que el estudiante tenga el conocimiento básico
acerca de este grupo.
CONTENIDO
Este manual comprende un total de 8 prácticas, con un formato donde se
incluye una parte de Introducción (donde el alumno realizara una tarea
previa acerca del grupo a trabajar en la sesión correspondiente), objetivos,
material de laboratorio y biológico a utilizar, donde el alumno proporcionara
parte del material colectado en el campo, en cada sesión práctica, un
desarrollo con el fin de orientar el trabajo a realizar en cada sesión con el
fin de obtener resultados y conclusiones satisfactorias, incluyendo también
un cuestionario, con el objetivo de reforzar el aprendizaje de cada sesión
de laboratorio.
Además de este manual el alumno contara con claves de identificación
para cada grupo a nivel de orden y familia, glosarios de cada grupo tratado
y algún otro material de consulta útil para el desarrollo de la práctica.
Finalmente este manual práctico de laboratorio de zoología II, pretende ser
un guía adecuado, para que el alumno tenga un buen apoyo en el curso,
para adquirir las bases practicas del estudio, de los nematodos y
artrópodos, desde la aplicación de los métodos de colecta en el campo,
morfología básica, así como la taxonomía e importancia de los grupos de
nematodos y artrópodos, con el fin de que el alumno adquiera las
herramientas metodológicas indispensables para su formación académica
en la licenciatura en Biología.
INDICE
PRÁCTICA 1. TECNICAS DE COLECTA, PRESERVACION Y FIJACION EN NEMATODOS …… 1
PRÁCTICA 2. MÉTODOS DE COLECTA Y PRESERVACIÓN DE ARTRÓPODOS....................... 7
PRÁCTICA 3. MORFOLOGIA EXTERNA DE ARTROPODOS........................................................ 12
PRÁCTICA 4. PREPARACION DE APENDICES Y ESTRUCTURAS DE ARTROPODOS ……… 20
PRÁCTICA 5. MORFOLOGIA Y CLASIFICACION DE QUELICERADOS……………………….… 24
PRÁCTICA 6. MORFOLOGIA Y CLASIFICACION DE CRUSTACEA ............................................. 31
PRÁCTICA 7. MORFOLOGIA Y CLASIFICACION DE MIRIAPODOS ............................................ 39
PRACTICA 8. MORFOLOGIA Y CLASIFICACION DE HEXAPODA ……….………………………. 45
ANEXOS
ANEXO I. REGLAMENTO PARA LOS ALUMNOS DEL LABORATORIO DE ZOOLOGÍA II ….... 52
ANEXO II. LINEAMIENTOS A CUMPLIR EN LAS SESIONES DEL LABORATORIO ……............ 52
ANEXO III. LINEAMIENTOS DEL REPORTE DE ZOOLOGÍA ………………………..…………….... 53
ANEXO IV. EVALUACIÓN PARA ACREDITAR EL CURSO DE ZOOLOGÍA II ……...…………..... 53
ANEXO V. BIBLIOGRAFIA DE CONSULTA PARA EL LABORATORIO DE ZOOLOGIA II ……... 54
Nombre: _________________
PRÁCTICA 1.
Fecha: _____________
TÉCNICAS DE COLECTA, PRESERVACIÓN Y FIJACIÓN DE NEMATODOS
Introducción: Elaborada por el alumno: Características generales, Clasificación, Importancia.
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Objetivos:
1. Reconocer características morfológicas distintivas (aparato bucal, reproductor) de los
nematodos tanto de vida libre como parásitos, para evidenciar las diferencias.
2. Observación de la morfología externa e interna de Ascaris.
3. Conocer las técnicas de colecta, fijación, tinción, aclaramiento y montaje de nematodos
parásitos de animales (zooparásitos), de plantas (fitoparásitos), de vida libre (edafícolas) y
(acuícolas)
Materiales:
a) De laboratorio:
Microscopio estereoscópico.
Cajas de Petri
Licuadora
Tamices de 3 diferentes y pequeña abertura de malla
Soportes universales con aro y pinzas
Embudo de 10 cm de diámetro
Manguera de hule (10 a 15 cm de longitud)
Pinzas de Mohr
Mosquitero de plástico (10 cm diámetro)
Mechero
Gotero normal y de punta fina
Navajas de rasurar
Papel poroso
Alfileres.
Palillos de dientes o aplicadores de madera.
Guantes de látex (por alumno).
Cubre bocas (por alumno).
Estuche de disección (traer alumnos)
Alcohol al 70%.
Agua destilada.
Lactofenol.
Lugol.
Sulfato de Zinc (sol. 1.18 densidad).
Fucsina ácida
Fijador AFA
Resina sintética
a) Biológico
(Muestras fecales y nematodos del Rastro).
Preparaciones permanentes de Áscaris sp.
Invertebrados (chapulines, grillos, cucarachas, miriápodos).
Vertebrados (aves, lagartijas, peces, ranas o vísceras de pollo) Muestras de suelo asociado a raíces
vegetales que muestren síntomas de parasitismo. Raíces frescas que muestren nódulos o plantas
que tengan síntomas de deficiencia de nutrientes como clorosis.
Nota: todo el material biológico antes mencionado se debe traer por equipo.
2
Desarrollo: Haz esquemas de los nematodos observados señalando características y estructuras
anatómicas observadas.
A). Parásitos del hombre y animales silvestres: Morfología de Áscaris sp.
1. En la revisión del ejemplar bajo la lupa localizar: el extremo oral, la boca rodeada de 3 labios, el
ano en las hembras, el orificio cloacal en los machos. A lo largo del cuerpo pueden diferenciarse 4
líneas longitudinales, los campos hipodérmicos, los laterales son más visibles que el ventral y dorsal,
las espinas copuladoras.
2. Localiza el tejido muscular, elabora una preparación temporal de éste, observarlo y descríbelo.
3. Toma una porción del ovario con cuidado, colócala en una caja de Petri, macéralo y haz una
preparación temporal con Yodo-Lugol para su observación.
4. Haz un corte transversal del organismo y con el apoyo de esquemas, identifica: cutícula, capa
muscular, cordones dorsal, ventral y laterales, pseudoceloma y tubo digestivo.
5. Con ayuda de la figura, identifica boca, esófago, intestino, recto y ano, gonóporo (hembra) y
cloaca (macho). Localiza el sistema excretor, tanto los ovarios como los testículos son tubulares,
alargados, a manera de filamentos.
B). Nematodos parásitos de animales: (Zooparásitos)
Realiza la disección de los ejemplares a examinar para obtener los nematodos parásitos (colocarlos
en solución salina.)
C). Parásitos de plantas:
Método de la licuadora. Seleccionar raíces de vegetales con síntomas de parasitismo como:
presencia de nódulos, vesículas, pudrición, necrosis superficial, crecimiento y ramificación excesiva
de raíces, cese de crecimiento en yemas, partes aéreas de plantas con yemas muertas o
desvitalizadas, follaje ondulado y deforme o vesículas foliares. La muestra se coloca en la licuadora
en proporción de 2 a 1 con agua, se muele por poco tiempo y se procede a obtener la muestra para
su análisis óptico.
D). Nematodos edafícolas.
Uso de la técnica de tamices. Se toman muestras de tierra húmeda, de profundidades de 5 a 30 cm
y en regiones adyacentes o asociadas con raíces de plantas. Dejar secar de un día a dos para que
pierda adhesividad y sea más fácil tamizar. Tamizar de malla grande a chica, la tierra obtenida se
coloca en pequeñas porciones en cajas de Petri, agregando agua. Por diferencias de densidad los
nematodos irán a la superficie. Mediante lupas (microscopio estereoscópico) observa bien las
partículas flotantes y/o tómelas para observarlas al microscopio (compuesto)
Técnica del embudo de Baermann. Se toma una muestra de tierra con las características descritas
en el párrafo anterior y se envuelve en papel poroso o servilleta. Este material se coloca sobre la
malla plástica de mosquitero que va en la boca del embudo y este a su vez en el soporte universal.
Se conecta la manguera al fondo del embudo y el otro extremo se cierra con las pinzas de Mohr. Se
moja con unos 200 ml de agua la muestra y se deja reposar por un día al menos, pasado este
tiempo se toman pequeñas cantidades de muestra a intervalos retirando las pinzas y se colocan en
cajas de Petri para su posterior observación en el Microscopio estereoscópico (lupa) o microscopio
compuesto.
3
Nombre: _________________
Resultados:
A) Elabora el esquema de Ascaris lumbricoides:
Señala las diferencias entre macho y hembra (estructuras observadas):
Fecha: ___________
B) Morfología de parásitos de animales (señala las estructuras observadas):
4
Nombre: _________________
C) Esquema de parásitos de plantas y suelo.
(Señala las estructuras observadas).
Fecha: ___________
5
CUESTIONARIO
1. ¿Cómo podrías diferenciar un nematodo zooparásito de un fitoparásito que observaste?
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2. ¿Qué adaptaciones morfológicas, en términos de reproducción, se presentan en el aparato
reproductor de nematodos parásitos?
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3. ¿Qué diferencias observaste entre macho y hembra de Ascaris?
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4. De los hospederos revisados, ¿En cuál fue posible observar un mayor número de
nematodos? Y ¿Por qué?
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5. ¿Qué otros organismos encontraste dentro de las muestras para obtener nematodos?
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6. ¿Qué diferencias o similitudes presentan los nematodos y nematomorfos observados?
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Conclusión:
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Bibliografía:
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PRÁCTICA 2.
MÉTODOS DE COLECTA Y PRESERVACIÓN DE ARTRÓPODOS
Introducción:
Las técnicas de colecta en el estudio de cualquier grupo biológico, son de suma importancia,
ya que contribuyen a desarrollar estudios posteriores en el laboratorio, es necesario el conocimiento
previo del tipo de organismo para el uso de técnicas adecuadas de captura y fijación, para el
traslado del campo al laboratorio y su posterior estudio básico hasta especializado.
El grupo de los artrópodos es el más diverso del reino animal está distribuido desde
regiones frías hasta cálidas en diferentes ambientes tanto terrestres, como acuáticos (lagos,
lagunas, ríos, esteros y mares), presentan una serie de variaciones en sus estructuras morfológicas,
lo cual les facilita la adaptaciones a diferentes hábitos de vida y hábitats variados. Los métodos de
colecta son diversos dependiendo de los objetivos de estudio ya sea básico, inventarios de fauna o
ecológico con el fin de estimar tamaños poblacionales de abundancia, diversidad, tasa de natalidad,
mortalidad, etc. Clasificándose en dos tipos, como es colecta directa (mediante herramientas
manuales como pinzas, pinceles, frascos de vidrio, cedazos para organismos acuáticos y dragas de
arrastre, etc.). Colecta indirecta, uso de equipo fabricado como las trampas efecto físico (uso de luz,
la trampa de caída Pit fall, etc.), o con atrayentes que muchas veces son de tipo alimenticio, con el
fin de colectar fauna para estudios particulares de algún Artrópodo
Objetivos:
Que el estudiante de Biología:
1. Conozca las ventajas y desventajas de los diferentes métodos de captura y preservación de
Artrópodos.
2. Que adquiera la destreza para elaborar el equipo básico de colecta, mediante el uso de material
de bajo costo.
Material:
Flejes de material como latón, lamina, o tiras delgadas de aluminio, de 0.5 cms de ancho.
Tubo de aluminio ligero y/otro material ligero como otate, madera, etc.
Tela organza. 3 Mts.
Abrazaderas
Alambre acerado.
Botellas de plástico de 2 litros.
Frasco de vidrio de boca ancha de 500 ml.
Manguera de plástico de varios calibres (0.25 0.5, 0.75 mm)
Frascos de boca ancha pequeños de 50 ml.
Otro tipo de material útil para la elaboración del equipo de campo: hilo, aguja de canevá, pinzas
para cortar lámina, segueta para corte de metal, pegamento para plástico, silicón, etc.
7
Desarrollo:
1. Mediante la consulta de literatura disponible acerca de técnicas de colecta, montaje y
preservación de artrópodos (manuales técnicos, libros, revistas), y la orientación del profesor, el
alumno conocerá y elaborará el equipo básico necesario para la colecta de organismos terrestres y
acuáticos.
2. El alumno resolverá el cuestionario previo a la sesión y lo entregara el día de la práctica
correspondiente.
3. Para esta sesión el alumno aportará el material necesario, para la elaboración de redes, pinzas,
frascos aspiradores, frasco letal, trampas, etc.
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Nombre: _________________
Resultados: Tarea antes de la práctica, incluyendo Cuestionario.
Fecha : _________
A). Esquematiza el tipo de trampa de efecto físico utilizada para captura de Artrópodos del
suelo, como funciona y para qué tipo de organismos recomendarías esta técnica, además que
tipo de fijador recomendarías.
B) Esquematiza una trampa para captura de algún grupo de artrópodo en particular, utilizando
una sustancia atrayente específica, y para que grupo la recomendarías y el fijador utilizado.
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Cuestionario:
1. ¿Cuántos tipos de colecta en general se utilizan para el estudio de los artrópodos?
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2. ¿Menciona los principales fijadores utilizados para la colecta en el campo y a que
concentración se recomiendan?
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3. Menciona un tipo de trampa para la colecta de artrópodos acuáticos y da un ejemplo de
esta y en que organismos se recomienda.
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4. ¿Qué método de colecta se recomienda para el estudio de la fauna edáfica de artrópodos,
explícalo?
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5. ¿Qué técnica de colecta y sacrificio se recomienda para la captura de insectos voladores
como: (libélulas, mariposas, avispas y moscas) y como se conservan estos ejemplares en el
traslado del campo al laboratorio?
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6. ¿Menciona las ventajas y desventajas de los principales fijadores líquidos, utilizados en el
estudio de los artrópodos?
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Conclusiones:
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Bibliografía consultada:
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Nombre: _______________
PRÁCTICA 3
MORFOLOGÍA EXTERNA DE ARTRÓPODOS.
Fecha: __________
Introducción: Tarea del alumno: Generalidades, clasificación e importancia del grupo
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Objetivos:
1. Que el alumno conozca los caracteres morfológicos y apendiculares de las diferentes clases de
Artrópodos.
2. Reconocer la variación de los apéndices locomotores con función: caminadora, saltadora,
raptorial, nadadora, copuladora, y cavadores en los grupos de artrópodos.
3. Diferenciar los apéndices alimenticios típicos de cada clase y las modificaciones que presentan en
algunos grupos específicos.
4. Reconocer las modificaciones apendiculares en el abdomen, de cada grupo de Artrópodos y
función que desempeña.
Material:
a) De laboratorio:
Microscopio compuesto
Microscopio estereoscópico
Cajas de Petri
Bisturí
Agujas de disección
Pinzas finas
Alcohol al 70%
Portaobjetos y cubreobjetos
b) Biológico:
Ejemplares de diferentes grupos de artrópodos: arácnidos, crustáceos, miriápodos e insectos.
Cada equipo deberá traer material biológico previamente colectado
Desarrollo:
1. Observar e identificar las principales clases de artrópodos. (Comparar la cubierta del cuerpo con
respecto a estructura, coloración y forma.
2. Distinguir los diferentes tagmas de los ejemplares de artrópodos observados, señala sus
principales diferencias, (elabora esquemas de cada clase).
3. Observar y diferenciar los tipos de apéndices presentes en artrópodos:
a) Cefálicos: antenas, anténulas, quelíceros, pedipalpos, mandíbulas, maxilas, maxílulas, labro y
labio.
b) Locomotores: Patas
c) Abdominales: Espinas, telson, ovopositor, etc.
Esquematiza los tipos de apéndices, señala el número de artejos, nomenclatura y función.
4. Con todos los ejemplares observados, Elabora un cuadro comparativo, donde se anotarán las
principales diferencias de las clases entre tagmas, segmentos y apéndices presentes en los
ejemplares.
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Nombre: _________________
A) Realiza esquemas de los Artrópodos observados y señala los
tagmas
Fecha: ___________
Ejemplar de la clase Trilobite
Ejemplar de la clase Merostomata
Ejemplar de la clase Arácnida:
Ejemplar de la clase Picnogónida
14
Ejemplar de la clase Crustacea
Ejemplar de la clase Insecta
Ejemplar de la clase Chilopoda
Ejemplar de la clase Diplopoda
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B) Elabora esquemas de los tipo de apéndices observados en cada una de las clases de
Artrópodos: 1) Cefálicos, 2) Locomotores y 3) abdominales. Señala el número de artejos,
nomenclatura y función.
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Nombre: ________________
D) Cuadro comparativo de la morfología y diferencia en cada una de las
clases observadas:
Fecha: ___________
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Cuestionario:
1. ¿Qué diferencias observaste entre un apéndice locomotor típico de una araña y el de un
insecto?_________________________________________________________________________
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2. ¿Qué apéndices cefálicos están ausentes, comparando un arácnido con respecto a los
demás artrópodos observados?
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3. ¿Qué diferencias observaste entre el aparato bucal de los arácnidos y los demás
artrópodos?
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4. ¿Qué diferencias observaste en los apéndices de los crustáceos con respecto a los demás
artrópodos?
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Conclusión:
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Bibliografía:
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PRÁCTICA 4
PREPARACIÓN DE APÉNDICES Y ESTRUCTURAS DE ARTRÓPODOS
Introducción:
El estudio de los diversos grupos de Artrópodos, se basa en el conocimiento morfológico particular,
muchas veces hay estructuras que deben ser observadas a detalle, ya sea para un buen tratamiento
taxonómico del grupo, o con fines de conocimiento básico para la enseñanza del alumno, por lo que
es necesario el conocimiento y manejo de las principales técnicas de montaje, fijación y
conservación tanto de ejemplares completos, como apéndices locomotores, sensoriales,
reproductores (epiginio en arañas, genitalia en la clase insecta, etc.) Y que el estudiante pueda
manejar las técnicas más utilizadas para el estudio de los Artrópodos en general.
Objetivos:
1. El alumno conocerá las principales técnicas de preparación de apéndices y estructuras
morfológicas para el estudio de artrópodos.
2. El alumno será capaz de desarrollar y manejar las principales técnicas de montaje y
preservación.
Material:
a) De laboratorio:
Koh al 10% y 5%
Vaso de precipitado de 50 ml.
Tubos de ensaye
Agujas de disección
Resina sintética
Bisturí
Porta objetos
Cubre objetos
Cajas de Petri
Alcoholes graduales 70, 80, 90% y absoluto
Esmalte para uñas transparentes
Líquido de Hoyer
Fucsina acida
Violeta de genciana
Eosina
Xilol
Ac. Acético
Resina sintética
b) Material biológico
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Ejemplares de diferentes clases u órdenes de artrópodos en seco o fijados en alcohol al 70%.
Cada equipo deberá traer material para disectar apéndices
Desarrollo:
Técnica de montaje en resina:
1. Disectar desde la base la estructura apendicular a montar en la laminilla.
2. Aclarar con KOH al 10% (en frio a caliente), esto dependerá de que tan esclerosada esta
la estructura a montar, depositando las partes en un tubo de ensaye o en un vaso de
precipitados de 50 ml, calentar el tiempo que sea necesario (hasta observar las partes
translucidas). En frio la estructura se puede dejar varios días hasta que se haya aclarado.
3. Lavar con agua destilada y pasar por ácido acético al 10% hasta dos veces
4. Lavar nuevamente con agua destilada
5. Teñir con fucsina acida de 15 a 20 minutos (depende si se quiere contrastar la estructura
a preparar).
6. Deshidratar en alcoholes graduales desde 75% hasta absoluto. De 5 a 10 minutos en cada uno.
7. Aclarar con xilol
8. Montar en resina.
9. Etiquetar la preparación.
Preparación de micro-artrópodos:
1. Hacer una pequeña punción con un alfiler, o con una aguja de disección muy fina, en la región
ventral del abdomen del organismo.
2. Colocarlo en un tubo de ensayo agregándole hidróxido de potasio al 10% para aclararlo; se
calienta poco a poco para evitar una reacción fuerte o que se aclare demasiado, hasta haber
obtenido sólo el exoesqueleto del insecto.
3. Teñir con colorante por cinco minutos; en caso de que el organismos sea de color muy oscuro,
no es necesario teñirlo.
4. Posteriormente se deshidrata con alcoholes graduales del 70 hasta alcohol absoluto.
5. El tiempo que debe permanecer el organismo en cada alcohol es de cinco minutos, escurriendo el
exceso entre cada cambio.
6. Se transparenta con xilol para eliminar lo opaco provocado por el alcohol,
7. Montar en resina sintética en un porta objetos y posteriormente se coloca el cubre objetos. El
exceso de resina se puede eliminar con xilol.
8. Se deja secar, para posteriormente etiquetarlo.
Datos que debe llevar la preparación de los microartrópodos o apéndices:
Colección: (Lab o Instituto)
Localidad
Datos taxonómicos
Orden/Familia/ o especie
Fecha
Hospedero, hábitat,
O técnica de colecta
Colector
Apéndice o nombre común
Determino: J, L. Ramirez
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Preparación de genitalia en Lepidóptera:
Esta técnica es muy utilizada para el estudio de lepidópteros, con el fin de aclarar dudas
taxonómicas en la identificación hasta nivel de especie, esta técnica es prácticamente más rápida
comparada con la preparación de otras estructuras:
1. Disectar los últimos 3 segmentos abdominales del espécimen.
2. Calentar la estructura en un vaso de precipitado de 50 ml., con solución KOH al 5%, hasta que
haga ebullición de 1 a 2 minutos. (si es genitalia muy esclerosada) repetir el paso, cuidando no
dañar la estructura.
3. Colocar en una caja de Petri, con agua destilada y con agujas de disección separar los residuos
de materia orgánica de la parte esclerosada y enjuagar bien.
4. Finalmente ya limpia la estructura se tiñe con violeta de genciana.
5. Transferir a alcohol al 70%.
6. Colocar en un porta objetos y agregar una gota de xilol dejar secar.
7. Agregar resina, cubrir con un porta objetos.
En caso de que la observación sea temporal, se coloca en un frasco con alcohol al 70% y glicerina.
Técnica de preparación de epiginio en arañas:
1. Ubique el surco epigástrico por la parte ventral, con unas pinzas y bisturí recorte la placa genital,
esto debe ser con sumo cuidado para no dañar el epiginio.
2. Colocar la genitalia en un vidrio de reloj o porta objetos y limpiar con agua destilada, separando
fragmentos de cutícula que no sean parte del epiginio.
3. Para aclarar la estructura se utiliza KOH de 5 a 10% depositando la genitalia de 6 a 8 horas, pero
si requiere menos tiempo se aplica calor durante 10 minutos. Otra forma es colocar en líquido de
Faure (2 a 5 minutos), y enjuagar en agua destilada.
4. Si la observación es temporal depositar en un micro vial en alcohol al 70%. Si requiere montarla
Permanentemente, se coloca en un portaobjetos con 2 a 3 gotas de (DMHF) formaldehido de
dimetil hidantoina y se deja secar durante un día, no requiere cubre objetos, ya que la solución se
endurece y queda cristalina, y se observa perfectamente.
5. Etiquetar la preparación.
En ocasiones, por lo delicado de estas estructuras, o bien el tamaño de las arañas (Erigónidos y
otras), se puede recurrir a transportar el animal entero, sin ningún tipo de operación previa. En estos
casos se puede emplear el líquido de Faure (fórmula de Marc André):
- Agua destilada, 30 cc
- Hidrato de cloral, 40 g
- Ácido acético cristalizable, 30 cc
El bulbo se estudia generalmente en reposo (retraído); suele ser suficiente la observación lateral o
ventral de sus estructuras, pero hay ocasiones en las que se debe proceder a un estirado (turgencia
del mismo. Para ello bastará con introducirlo durante unos minutos en agua a punto de hervir.
La turgencia se consigue igualmente al tratarlo con sosa o potasa (5 al 10%), o bien con la goma de
cloral de Marc André:
22
- agua destilada, 50 cc
- hidrato de cloral, 200 g
- glicerina, 20 g
- goma arábiga, 30 g
Otra técnica para preparación de genitalia de arañas, es la de aceite de clavo:
1. Disectar la estructura y colocar en aceite de clavo.
2. Colocar la estructura y observar durante tres días los cambios hasta su aclaramiento. (Algunas
veces el aclaramiento puede estar en un día).
3. Lavar con agua destilada y transferir a alcohol al 70% para observar temporalmente o bien montar
en portaobjetos, etiquetando la preparación para futuras observaciones.
Resultados:
Cada alumno realizará una preparación en laminilla, bajo las técnicas antes mencionadas y esta
será entregada al profesor de laboratorio al final de la sesión, como parte de la evaluación de esta
práctica.
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Nombre: _________________
PRÁCTICA 5.
QUELICERADOS
Fecha: __________
Introducción: Tarea del alumno: generalidades, clasificación e importancia del grupo.
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Objetivos:
1. Reconocer las características generales y distintivas de los quelicerados.
2. Observar las características morfológicas de la clase arácnida.
3. Establecer las características diferenciales de los principales órdenes de la clase arácnida.
4. Identificar a nivel orden y familia los ejemplares observados.
Material:
a) De laboratorio:
Pinzas
Pinceles
Alcohol al 70%
Microscopio compuesto y estereoscópico
Cajas de petrí
Agujas de disección
b) Biológico:
Ejemplares de diferentes quelicerados: Merostomados, Picnogónidos, Arañas, alacranes,
Pseudoescorpiones, opiliones, uropígidos (vinagrillos), solífugos, amblipígidos y ácaros. Material
por equipo colectado por los alumnos
Desarrollo:
La presente práctica se dividirá en dos sesiones de trabajo:
Sesión I
Observe los ejemplares con especial cuidado en las estructuras diferenciales entre los
representantes de cada orden y realice un cuadro comparativo a nivel de Orden con las
características más relevantes.
1. Esquematiza y enlista las diferencias de los tagmas de cada orden observado
2. Esquematiza y enlista las diferencias a nivel de los pedipalpos y quelíceros de cada orden
observado
3. Elabore un cuadro comparativo de las características de cada orden de la Clase Arácnida
Sesión II
4. Identificar ejemplares de la clase Arácnida a nivel de orden y familia mediante el uso de claves.
5. Continuar hasta completar el cuadro comparativo que iniciaste en la sesión anterior.
25
Nombre: _________________
Resultados:
A) Esquemas de los tagmas de órdenes de Arácnidos:
Fecha: __________
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B) Esquemas de quelíceros y pedipalpos modificados:
27
Nombre: _________________
Fecha: __________
C) Cuadro comparativo de las características de los órdenes observados e identificados:
Orden/familia Prosoma
Opistosoma
Pedipalpos
Quelíceros
Telson.
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Cuestionario:
1. ¿En qué ordenes de arácnidos observaste modificaciones de los apéndices locomotores y
que función desempeñan en la vida del organismo ?
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2. ¿Qué órganos de los sentidos se observaron en los ejemplares, y que función desempeñan
cada uno en particular?
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3. ¿Qué diferencias observaste en los pedipalpos de los diferentes órdenes de arácnidos, y
qué función desempeñan de acuerdo a sus modificaciones?
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4. Marca las diferencias que observas a nivel del opistosoma, entre un alacrán, opilionido,
araña y amblypygido.
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5. ¿En qué orden observaste los órganos de Malleoli, donde se ubican, que forma tienen, y
que función desempeñan?
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6. ¿Menciona al menos una especie de araña y alacrán de importancia médica que se
encuentran en Michoacán, y señala a que familia corresponde cada una?
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7. ¿En qué ordenes de arácnidos se presentan las glándulas de veneno, y donde se ubican?
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Conclusión:
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Bibliografía:
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Nombre: ___________________
PRÁCTICA No. 6
CLASE CRUSTÁCEA
Fecha: _____________
Introducción: Tarea del alumno: generalidades del grupo, clasificación e importancia
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Objetivos:
1. El alumno reconocerá los rasgos de organización de un crustáceo (malacostráceo).
2. Reconocer en cada caso los caracteres propios del grupo, evidenciando la plasticidad de
algunas estructuras (antenas, caparazón, pereion, pleon, etc.).
3. Identificará a nivel orden y familia, los grupos más representativos de la clase
Material:
a) De Laboratorio:
Microscopio estereoscópico
Alcohol
Pinzas
Agujas de disección
Cajas de Petri
Literatura de consulta (referente al grupo a revisar)
b) Biológico:
Muestras de agua con cladóceros, Artemia, copépodos, Triops, percebes, camarones, cangrejos,
langostas, langostinos, cochinillas, etc. Traer material por equipo.
Desarrollo: Comprenderá dos sesiones de laboratorio:
Sesión I:
1. Colocar en una charola un ejemplar típico del cual se diferenciarán cada uno de sus tagmas,
apéndices y estructuras que presentan. Realizar esquemas.
2. La misma operación se realizará para los órdenes más representativos del grupo.
3. Elabora un cuadro comparativo, resaltando los caracteres de los diferentes órdenes de
crustáceos. (Anexando esquemas de las partes y organismos de cada orden). Deberá contener
como mínimo: Orden, tagmas, apéndices cefálicos, torácicos y abdominales.
Sesión II:
4. Identificar a nivel clase, orden y familia, los ejemplares disponibles de crustáceos. Anexar una
diagnosis de cada ejemplar identificado.
32
Nombre: _________________
Resultados:
Fecha: __________
A) (Esquematizar las estructuras morfológicas típicas de un crustáceo típico; camarón,
cangrejo):
33
B) Esquemas de los principales ordenes observados:
34
C) Cuadro comparativo de los diferentes órdenes identificados en la sesión.
35
Nombre: _________________
D) Diagnosis de cada ejemplar identificado:
Fecha: __________
36
Cuestionario:
1. ¿Por qué algunos autores subdividen a los crustáceos, como superiores e inferiores, a que
se debe, es o no correcto?
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2. ¿Qué significa malacostráceo y conchostraco, son términos adecuados para la clase
crustácea?
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3. ¿Qué tipos de apéndices observados en la sesión, están especializados para la
reproducción?
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4. ¿De los ejemplares observados, cual es el crustáceo que presenta más especializaciones
apendiculares y cuál es el menos especializado, da ejemplos de los observados?
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5. ¿De los ejemplares de crustáceos observados en cuales reconociste dimorfismo sexual, y
como se diferencia el macho de la hembra, da un ejemplo del grupo donde lo observaste?
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Conclusión:
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Bibliografía:
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Nombre: __________________
PRÁCTICA N. 7
MIRIAPODOS
Fecha: ____________
Introducción: Tarea del alumno: Generalidades, clasificación e importancia.
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Objetivos:
1. Reconocer las características morfológicas y taxonómicas de los diferentes grupos de
miriápodos. (Elabora esquemas, señalando estructuras propias de cada ejemplar).
2. Identificar a nivel de orden y familia los ejemplares observados.
Material:
a) De laboratorio:
Microscopio estereoscópico
Cajas de Petri
Pinzas
Agujas de disección
Alcohol al 70%
b) Biológico:
Ejemplares de miriápodos. De las diferentes clases. Material por equipo.
Desarrollo:
1. Observar la morfología externa de cada ejemplar, señalando las estructuras propias de cada
organismo (elabora los esquemas).
2. Identificar a nivel de familia incluyendo la diagnosis de los ejemplares observados
3. Elabora un cuadro comparativo utilizando los siguientes caracteres: clase, orden, tagmas, número
de segmentos por tagma, número de apéndices por segmento, posición del gonóporo,
modificaciones apendiculares.
40
Nombre: _________________
Resultados:
Fecha: ___________
A) Hacer los esquemas de los ejemplares (señalando estructuras observadas):
41
B) Cuadro comparativo de los Miriápodos observados:
42
Cuestionario:
1. ¿Define qué es el gnatoquilario, tentorio y que función desarrolla en los miriápodos?
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2. ¿Qué es órgano de Tömösvary, que función tiene, ordenes donde lo observaste, y
compáralo con algún otro órgano equivalente con la misma función?
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3. ¿Cómo realizan la reproducción los miriápodos y cuantos tipos de reproducción
presentan?
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4. ¿Qué orden de miriápodo, de los que observaste presenta modificaciones en apéndices
locomotores para la captura de sus presas, y como se denomina esta estructura?
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5. ¿Qué importancia ecológica tienen los miriápodos para los diferentes ambientes que
habitan?
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Conclusión:
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Bibliografía:
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44
Nombre: _________________
PRÁCTICA N. 8
HEXAPODA
Fecha: ____________
Introducción: Tarea del alumno: generalidades e importancia.
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Objetivos:
1. Reconocer los tagmas característicos del grupo hexápoda, así como el tipo, forma y función de los
apéndices asociados a cada tagma.
2. Caracterizar los diferentes tipos de apéndices (sensoriales, locomotores y reproductores), en
hexápoda, relacionándolos con sus hábitos.
3. Identificar a nivel orden y familia los ejemplares disponibles de insectos.
Material:
a) De Laboratorio:
Microscopio estereoscópico
Cajas de Petri
Pinzas
Agujas de disección
Alcohol al 70%
Navaja o Bisturí
a) Biológico:
Ejemplares de hexápodos de diferentes órdenes previamente colectados por los alumnos.
Y los que se les proporcione en el Laboratorio.
Desarrollo:
Se efectuara en dos sesiones:
Sesión I :
1. Describir cada una de las regiones corporales de insectos: número de segmentos, tipo de
apéndices, forma, número de segmentos de cada apéndice y nomenclatura. (Elaborar esquemas
de cada ejemplar observado).
2. Relacionar la forma funcional de los apéndices locomotores y alimenticios, con el modo o habito
del hexápodo.
Sesión II :
3. Identificar los ejemplares de insectos con claves dicotómicas a nivel orden y familia.
4. Elaborar un cuadro comparativo con los órdenes observados considerando características
morfológicas: forma del cuerpo, número de tagmas, apéndices cefálicos, apéndices torácicos,
apéndices abdominales, tipo de Aparato bucal, tipo de desarrollo, etc.
46
Nombre: _________________
Resultados:
Fecha: ________
A) Esquemas de tagmatización de ejemplares, señalando regiones corporales y terguitos:
47
Nombre: ________________
B) Cuadro comparativo de los órdenes de hexápodos identificados:
Fecha: ___________
De cada orden identificado en la sesión, señala al menos 3 características
diagnosticas de cada orden:
48
Cuestionario:
1. Menciona 4 características DISTINTIVAS de los hexápoda que observaste, que los
diferencia de los demás artrópodos.
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2. De cada ejemplar observado señala al menos 2 estructuras morfológicas que consideres de
importancia, para la adaptación al ambiente en el que se encuentra.
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3. ¿Qué ordenes de insectos observados tienen hábitos cavadores y como están modificados
sus apéndices para esta función?
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4. ¿Qué insectos de los observados tienen bastante desarrollado el ovopositor, antenas y a
que se deben estas modificación apendicular?
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5. Haz una clasificación de los grupos de insectos que identificaste en la sesión práctica,
desde nivel de clase, subclase, orden, tomando en cuenta criterios como tipo de
metamorfosis, tipo de alas, etc., y ¿explica si es la más adecuada? .
50
Conclusión:
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Bibliografía:
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ANEXOS:
I. REGLAMENTO PARA LOS ALUMNOS DEL LABORATORIO DE ZOOLOGÍA II.
I.- Durante el trabajo en el laboratorio de Zoología el alumno elaborará su material de disección,
realizará sus observaciones, elaboración de esquemas e identificación de organismos
correspondientes y preparación de material biológico, actividades que se deberán llevar a cabo con
el debido cuidado, limpieza y orden.
II. Revisará la práctica correspondiente antes de la sesión de laboratorio, con el fin de conocer
la tarea requerida y el material biológico que deberá aportar individualmente o por equipo en cada
práctica, además de poder organizar el trabajo en la práctica correspondiente.
III. llevar material didáctico: libreta, lápiz, colores para anotar datos, resultados etc., que servirán
para la elaboración de su reporte, además de bibliografía de apoyo.
IV. OBLIGATORIO, traer manual de prácticas y usar la bata durante la práctica en el laboratorio.
V. No deberá consumir ningún alimento, durante la realización de su práctica del laboratorio.
VI. No utilizar aparatos de sonido ni audífonos. El teléfono celular en modo de silencio durante la
práctica, evitar su uso solo en caso de tomar fotografías de los especímenes.
II. LINEAMIENTOS A CUMPLIR EN LAS SESIONES DEL LABORATORIO.
1. Puntualidad en la entrada a la sesión de laboratorio, la lista de asistencia se pasará dentro de los
primeros 15 minutos. Después de los 30 minutos aunque el alumno se presente contará como falta.
Tres retardos se sumaran para contar como falta.
2. Mantener su lugar limpio, depositando los desechos en los cestos de basura. Lavar su material
de trabajo al finalizar la sesión o después de usarlo: microscopios, lupas, mesas de trabajo, etc.
3. Trabajar en orden (seguir las indicaciones de su profesor) evitando distraer a sus compañeros
con platicas o bromas, etc. No debe de entrar y salir continuamente del laboratorio. El alumno
desordenado será suspendido de la sesión en curso y se tomará como no asistencia a la práctica.
4. Quien no acate el reglamento, y reincida será suspendido de sus prácticas.
5. Los materiales biológicos proporcionados, ya sea organismos preservados o en preparaciones
permanentes, se deberán tratar con el debido cuidado, con la finalidad que se cumplan los objetivos
correspondientes. En caso de ser dañado éste será reintegrado por el alumno responsable.
6. Será obligatorio llevar el material biológico para la práctica correspondiente con las indicaciones
que se le proporcionaron, lo que cuenta como créditos para su evaluación final.
52
III. LINEAMIENTOS DEL REPORTE DE ZOOLOGÍA II.
1. EL REPORTE debe de contener los siguientes datos:
a. Portada que debe incluir: Datos del alumno, número de la práctica, profesor, etc.).
b. Introducción.
c. Objetivos.
d. Material (Laboratorio y biológico).
e. Desarrollo.
f. Resultados.
g. Conclusiones.
h. Cuestionario.
i. Bibliografía.
2. El alumno deberá entregar el reporte en tiempo y forma, con fecha de entrega notificada
previamente por el técnico académico.
3. EL REPORTE ES INDIVIDUAL, solo tendrá calificación si el alumno asistió a la práctica.
NOTA: Si el alumno entrega el reporte sin la impresión de este formato de prácticas, puede omitir
solo la parte de materiales y desarrollo.
IV. EVALUACIÓN PARA ACREDITAR EL CURSO DE ZOOLOGÍA II.
1. La parte práctica constara de un 50% de la calificación final del curso, la parte teórica constara de
otro 50%, para acreditar el curso deberá aprobar ambas partes.
1. Se realizarán dos exámenes prácticos durante el semestre, a mitad del semestre y al final de este
y la calificación será de 0 a 10.
2. Se requerirá el 80% de asistencia al total de la sesiones del laboratorio, para tener derecho a la
calificación final. Para examen extraordinario 50% de asistencia, de acuerdo al reglamento general
de la UMSNH.
3. Se calificará de 0 a 10 cada informe de la práctica, de acuerdo a la calidad del mismo.
4. La evaluación total del laboratorio se obtendrá de las calificaciones sumadas de los reportes,
exámenes, material biológico y la participación personal del alumno:
a) Exámenes prácticos 50%
b) Reportes de laboratorio 25%
c) Entrega de material y trabajo de campo 25%
53
ANEXO V. BIBLIOGRAFIA DE CONSULTA PARA EL LABORATORIO DE ZOOLOGIA
Barnes R. D. 1990. Zoología de Los Invertebrados. Nueva Editorial Interamericana. México. D. F.
286 pp.
Bautista, Z. F. et. al. 2004. Técnicas de muestreo para manejadores de recursos naturales. UNAM.
UAY.INE. CONACYT. México. D. F. Págs. 235-268
Borror, D. J. Delong, D. M. & Triplehorn, C. H. 1981. An introduction to the study of insects (5a
edition). New York, Saunders College, i-xi, 827 pp.
Brusca, R. C. and Brusca, G. Gary. 2005. 2a.Ed. Mc Graw Hill-Interamericana. Madrid. España. 941
pp.
Bueno V. J. Y Rojas F. P. 1999. Fauna de Milpiés (Artrópoda: Diplopoda) Edáficos de una Selva Alta
de los Tuxtlas, Veracruz, Mex. Acta Zoológica Mexicana. (n.s.):76. Págs. 59-83.
Copul, M. German. F. 2011. Guía para la determinación de las familias de ciempiés (Myriapoda:
Chilopoda) de México. Asoc. Interciencia, Vol. 36, No. 11 Nov. 2011. Caracas, Venezuela. Pp. 853859.
Delvare, G. Et. Al. 2002. Los Insectos de África y de América Tropical. Claves de identificación para
las Principales Familias. 1ª Ed. Español. Ed. Labellery. CLAMECY. CIRAD. Montpellier Fran.257 pp.
Gaviño, G. Et al. 1978. Técnicas selectas de Laboratorio y Campo. Ed. Limusa. México, D.F. 178 pp.
Hickman, C. P. Roberts, L. S. y Larson, A. 2002. Principios integrales de Zoología. Ed. Mc Graw. HillInteramericana. Madrid. España.
Márquez, L. J. 2005. Técnicas de colecta y preservación de insectos. Boletín Sociedad Entomológica
Aragonesa. No. 37. España. pp. 385-408.
Morón R. M., Terrón R. A 1988. Entomología Práctica. Instituto de Ecología A. C. 502 pp.
Ponce S. J. 1997. Colecta e identificación de los grupos mayores de Artrópodos. UMSNH. Facultad
de Biología. Laboratorio de Entomología. Morelia, Mich., México 99 pp.
Vázquez, L. 1987. Zoología de Artrópoda. Ed. Interamericana. México. D.F.
Vázquez L., Villalobos A 1987. Zoología del Phyllum Artrópoda. 6a Edición. Nueva Editorial
interamericana, México. D. F. 381 pp.
Gonzalez-Moliné. A. L.(s.f.). Montaje de genitalia en arañas. (Consulta 17 Enero 2013). Disponible
en: URL: http://entomologia.net/arachnida/genitalia_de_ara%F1a.pdf
54